Nature Genetics | 组蛋白H3.3-K27M致瘤活性的分子机制

弥漫性中线胶质瘤（Diffuse midline gliomas，DMGs）是普遍致命的儿童脑肿瘤，其中位生存期小于一年【1】。DMGs肿瘤出现的主要原因是因为H3-3A也被称为H3F3A或者H3C2也称为HIST1H3B这些编码组蛋白H3的基因出现杂合突变，导致第27位赖氨酸被蛋氨酸所取代（K27M）【2】。最常见的突变发生在H3F3A，它编码组蛋白H3变体H3.3.与典型组蛋白H3.1和H3.2不同，H3.3以一种不依赖于复制的方式在包括活性基因启动子、增强子和异染色质区域的特定位点中被招募进入染色质【3】。H3K27这一位点会被PRC2复合体（Polycomb repressive complex 2）加上单、二以及三甲基化修饰，或者被CBP/p300蛋白加上乙酰化修饰【4,5】。先前的研究发现，K27M的突变组蛋白会导致甲基化修饰的显著降低，同时也会造成乙酰化修饰的增高【6】，但是肿瘤细胞中的这种变化对表观遗传修饰景观的影响是如何影响如DMGs肿瘤发生以及发展的还不得而知。

2021年7月26日，Adrian P. Bracken研究组、Gerard L. Brien（第一作者）以及Steven M. Pollard研究组合作发文题为Simultaneous disruption of PRC2 and enhancer function underlies histone H3.3-K27M oncogenic activity in human hindbrain neural stem cells，揭开在人类后脑神经干细胞中同时阻断PRC2和增强子功能是组蛋白H3.3-K27M致瘤活性的基础这一具体分子机制。

组蛋白H3具有特异性的时空特异性分布，大多数的H3.3-K27M突变主要出现在后脑区域【7】。因此，作者们希望建立一个胎儿后脑区域的相关发育模型。人胎儿后脑神经干细胞可以在体外重现了原发性K27M突变肿瘤的转录特征，与前脑来源的神经干细胞不同，后脑来源的神经干细胞对H3.3-K27M致瘤活性敏感【8】。因此，作者们利用该模型对H3.3-K27M在后脑胶质瘤形成早期阶段的转录和表观遗传景观的基因组结果进行检测。作者们发现，在引入H3.3-K27M突变后H3K27me2/3的水平会出现显著地降低，同时伴随着H3K27ac的显著升高（图1）。接下来，作者们对H3.3-K27M诱导的整体基因表达变化进行了评估，发现有728个基因上调、1140个基因下调这样的一个相对广泛的转录反应。

那么，这种表观遗传景观的变化是如何影响到致瘤敏感性的呢？首先，作者们对H3.3-K27M致癌突变对H3的分布的影响进行检测。通过对染色质景观的检测，作者们发现H3.3-K27M的突变并不会影响组蛋白H3的分布，也就是说这种表观遗传修饰景观的变化并非组蛋白本身的总量或者分布模式发生了变化。进一步地，作者们进行了ChIP-seq检测野生型与H3.3-K27M全基因中发生的变化。该检测中可以将基因组区域分为三种类型，H3K27ac标记的活跃启动子区域、H3K27ac标记的活跃的增强子区域以及SUZ12所标记的PRC2复合物靶点启动子区域。作者们发现，H3.3-K27M大部分会在活跃的启动子以及增强子区域呈现分布，但是很小程度上留在PRC2靶点区域。这一分布特点引发了作者们的兴趣。

进一步地，作者们想要对神经干细胞中H3.3-K27M的全局动态变化过程进行量化。作者们发现甲基化的降低会造成H3K27ac乙酰化的升高。另外，H3,3-K27M会破坏活跃的调控区域包括基因增强子等，可能通过阻碍神经干细胞的分化从而促进肿瘤发生。

图 工作模型

总的来说，该工作中，作者们使用人类胎儿后脑神经干细胞体外培养对H3.3-K27M突变背景下的表观遗传基因组景观的影响进行解释，发现突变体在已有的活跃增强子以及启动子区域上大量结合，而在PRC2复合物靶点区域的结合程度较低。在活性增强子中H3.3-K27M会导致乙酰化修饰的损失从而造成染色质可及性降低，神经干细胞发育基因转录的表达减少。H3.3-K27M的突变通过破坏PRC2以及增强子的动能将神经干细胞锁定在不成熟的表观遗传基因组的状态，从而驱动肿瘤的发生。

原文链接：

https://doi.org/10.1038/s41588-021-00897-w

1 Mohammad, F. & Helin, K. Oncohistones: drivers of pediatric cancers. Genes & development 31, 2313-2324, doi:10.1101/gad.309013.117 (2017).

2 Schwartzentruber, J. et al. Driver mutations in histone H3.3 and chromatin remodelling genes in paediatric glioblastoma. Nature 482, 226-231, doi:10.1038/nature10833 (2012).

3 Goldberg, A. D. et al. Distinct factors control histone variant H3.3 localization at specific genomic regions. Cell 140, 678-691, doi:10.1016/j.cell.2010.01.003 (2010).

4 Conway, E., Healy, E. & Bracken, A. P. PRC2 mediated H3K27 methylations in cellular identity and cancer. Current opinion in cell biology 37, 42-48, doi:10.1016/j.ceb.2015.10.003 (2015).

5 Bracken, A. P., Brien, G. L. & Verrijzer, C. P. Dangerous liaisons: interplay between SWI/SNF, NuRD, and Polycomb in chromatin regulation and cancer. Genes & development 33, 936-959, doi:10.1101/gad.326066.119 (2019).

6 Lewis, P. W. et al. Inhibition of PRC2 activity by a gain-of-function H3 mutation found in pediatric glioblastoma. Science (New York, N.Y.) 340, 857-861, doi:10.1126/science.1232245 (2013).

7 Mackay, A. et al. Integrated Molecular Meta-Analysis of 1,000 Pediatric High-Grade and Diffuse Intrinsic Pontine Glioma. Cancer cell 32, 520-537.e525, doi:10.1016/j.ccell.2017.08.017 (2017).

8 Bressan, R. B. et al. Regional identity of human neural stem cells determines oncogenic responses to histone H3.3 mutants. Cell stem cell 28, 877-893.e879, doi:10.1016/j.stem.2021.01.016 (2021).